Yazdır

Sitomegalovirüs İnfeksiyonlarında Tanı Yöntemleri

Dilek ÇOLAK*, Dilara ÖGÜNÇ*


* Akdeniz Üniversitesi Tıp Fakültesi, Mikrobiyoloji ve Klinik Mikrobiyoloji Anabilim Dalı, ANTALYA

Sitomegalovirüs (CMV), Herpesviridae familyasından, çift iplikli, zarflı bir DNA virüsüdür. Viral DNA’nın bulunduğu kor kısmını 162 kapsomerden oluşmuş, ikozahedral yapıda bir kapsid çevreler. Kapsidin dışında, 180 nm çapında bir zarf bulunur. Kapsid ve zarf arasında bulunan kısma tegüment denilir ve burada matriks proteinleri bulunur (pp65, pp71 gibi). İnfeksiyöz DNA yaklaşık 240 kbp içerir ve molekül ağırlığı 150-155x106 D’dur[1].

CMV, immün yeterlikli kişilerde genellikle belirtisiz infeksiyonlara yol açarken; solid organ ve kemik iliği nakli yapılanlar ve AIDS’li olgular gibi immün yetmezliği olanlarda ciddi hastalıklara ve ölümlere neden olmaktadır[2-4]. CMV infeksiyonu; herhangi bir semptom olmaksızın hasta örneklerinden virüsün izole edilmesi, viral antijenlerin veya anlamlı antikor yanıtının saptanmasıdır. CMV hastalığı ise; CMV infeksiyonu ile birlikte semptomların da bulunması halidir. İmmün yetmezlikli olgularda; ateş, pnömoni, hepatit, kolit, retinit, ensefalit, lökopeni ve trombositopeni en sık görülen bulgulardır[2-4].

Günümüzde, özellikle risk grubu hastalarda önemli sorunlar yaratan CMV infeksiyonlarını önlemek ve gelişen CMV hastalıklarını tedavi etmek için etkili antiviral ajanlar bulunmaktadır. Bu durumda da; çabuk sonuç veren, duyarlılığı ve özgüllüğü yüksek yöntemlerle erken tanı konulması önem kazanmaktadır. Bu yöntem infeksiyon veya hastalığın başlangıcında doğru tanı konulmasını sağlamalı ve tedavinin monitörize edilmesine olanak vermelidir.

TANI YÖNTEMLERİ

1. Histoloji ve sitoloji

2. Hücre kültürleri

a. Konvansiyonel hücre kültürleri

b. Hızlı hücre kültürleri

3. Antijenemi testi

4. Nükleik asit saptama yöntemleri

a. Polimeraz zincir reaksiyonu (PCR)

b. Hibridizasyon

5. mRNA saptama yöntemleri

NASBA (nucleic acid sequence-based amplification)

6. Seroloji

1. Histoloji ve Sitoloji

CMV infekte ettiği hücrelerde tipik intranükleer yerleşimli (baykuş gözü görünümünde) inklüzyon cisimleri oluşturur. Örnekler; Giemsa, hematoksilen-eozin gibi boyalarla boyanarak tipik inklüzyon cisimleri görülebilmektedir. Bu yöntemlerin özgüllüğü yüksek olmasına rağmen duyarlılıkları düşüktür. Yalancı negatif sonuçlar fazladır[5]. Duyarlılığı ve özgüllüğü yüksek yeni tanı yöntemlerinin geliştirilmesi nedeni ile bugün sıklıkla kullanılmamaktadırlar.

2. Hücre Kültürleri

CMV infeksiyon ve hastalıklarının tanısında “altın standart” yöntemlerdir. CMV, en iyi olarak MRC-5 ve insan embriyosu akciğer fibroblast hücrelerinde üremektedir. Bu hücreler primer hücre kültürlerinden pasajlar yapılarak, diploid hücre kültürleri şeklinde elde edilmekte ve maksimum 40-50 pasaj sonrasında da özelliklerini kaybetmektedirler. CMV’nin hücre kültürlerinde replikasyonu oldukça yavaştır. Replikasyon sırasında sentezlenen proteinlerden üç tanesi antijenik açıdan önemlidir. Bu proteinler şunlardır:

• Immediate early (a) proteinler (IEA): Nükleusta bulunurlar. İnfeksiyondan 1-3 saat sonra belirmeye başlarlar,

• Early (b) proteinler (EA): Nükleusta bulunurlar. İnfeksiyondan 3 saat sonra belirmeye başlarlar.

• Late (g) proteinler (LA): Nükleusta ve sitoplazmada bulunurlar. İnfeksiyondan 6-24 saat sonra belirmeye başlarlar. Bu proteinlerin monoklonal antikorlarla saptanması viral replikasyonu göstermektedir [1,7]. CMV tanısına yönelik hücre kültürleri iki şekilde yapılmaktadır:

a. Konvansiyonel hücre kültürleri: Bu yöntem ile 2-4 haftada, tipik sitopatik etkinin görülmesi ile sonuç verilebilmektedir. Lipson[8], konvansiyonel hücre kültürü yönteminin duyarlılığını %77, özgüllüğünü %100, pozitif prediktif değerini %100 ve negatif prediktif değerini %93 olarak bildirmiştir. Brumback[9] ise, yöntemin duyarlılığını %46, özgüllüğünü %100 olarak bildirmektedir. Bu sistemin avantajı antiviral ajanlara karşı direnç özelliklerinin de saptanabilmesidir. En büyük dezavantajı ise sonuçların çok geç verilmesidir.

b. Hızlı hücre kültürleri: Konvansiyonel hücre kültürleri ile çok geç sonuç verilmesi nedeni ile, daha kısa sürede sonuç verebilen tanı yöntemlerine gereksinim duyulmuş ve hızlı hücre kültürü yöntemleri geliştirilmiştir. Hızlı hücre kültürleri ile 24-48 saatte sonuç verilebilmektedir. Bu yöntemle IE veya E proteinlere karşı elde edilen monoklonal antikorlar ile viral antijenler saptanmaktadır (Resim 1). İşlem sırasında, örneklerin inokülasyonundan sonra; oda ısısında, düşük hızda santrifüj yapıldığından “santrifügasyon hücre kültürleri” de denilmektedir. Shell vial veya DEAFF (detection of early antigen flourescent foci) yöntemleri şeklinde uygulanmaktadırlar[10,11].

CMV infeksiyonlarının ve hastalıklarının tanısında hızlı hücre kültürlerinin duyarlılığı, özgüllüğü, pozitif ve negatif prediktif değerleri Erice[12] tarafından sırası ile %69, %96, %73 ve %93; Lipson[8] tarafından ise yine sırası ile %94, %86, %100 ve %100 olarak bildirilmiştir. Brumback[9], Landry[13] ve Dodt[14] ise duyarlılık ve özgüllüğü sırası ile %44.4, %100; %41, %99 ve %76, %88 olarak bildirmektedirler. Özellikle kan kültürlerinde; lökositlerin hem virüse hem de kullanılan hücrelere toksik etkileri nedeni ile hızlı hücre kültürlerinin duyarlılığı azalmaktadır[15]. Duyarlılığı çok yüksek olmasa da, özgüllüğünün yüksek olması ve en geç 48 saat içinde sonuç verilebilmesi nedeni ile tercih edilen yöntemlerdir.

3. Antijenemi Testi

Son yıllarda geliştirilmiş, periferal kanda polimorfonükleer lökositlerin (PMNL) nükleuslarında, CMV’nin tegüment proteini olan fosfoprotein 65’i (pp65) saptamaya yönelik bir testtir, standardize edilmiştir ve kantitatif olarak sonuç vermektedir (Resim 2)[16,17].

Antijenemi testinde altı basamak vardır:

i. Periferal kandaki PMNL’lerin dekstran yöntemi ile ayrıştırılması,

ii. Sitosantrifüj ile sitospin preparatlarının hazırlanması (2x105 PMNL),

iii. Fiksasyon,

iv. Permeabilizasyon,

v. Monoklonal antikorlar ile immün boyama,

vi. Seçilen immün boyama yöntemine göre, floresan veya ışık mikroskobunda preparatların incelenmesi ve pp65 pozitif hücrelerin sayılması.

Antijenemi pozitifliği, aktif CMV infeksiyonu varlığı ile eş anlamlı kabul edilmektedir[18-20]. PMNL’lerin pp65 antijenini, CMV ile infekte endotel hücrelerinden hücre teması yoluyla veya plazmadaki serbest virionlardan aldıkları düşünülmektedir[21]. CMV infeksiyonu ve hastalıklarında; antijeneminin viremiden daha uzun süreli olduğu (sırası ile 5±3 ve 3±2 hafta), antijenemi testinin kanda virüs izolasyonundan 1-56 gün, idrarda virüs izolasyonundan 8-50 gün ve anlamlı antikor yanıtından 6-22 gün önce pozitifleştiği bildirilmiştir[22].

CMV infeksiyonu veya hastalığından şüphelenilen olguların takibinde antijenemi düzeyinin bilinmesi önemlidir. Antijenemi düzeyi, sayılan 2x105 lökositte saptanan pp65 pozitif hücre sayısına göre; düşük, orta ve yüksek olarak gruplandırılmaktadır (Tablo 1).

Solid organ alıcılarında yüksek düzeyde antijenemi saptanan olgularda, semptomatik CMV hastalığı gelişme riski fazladır. Bu gruptaki hastalarda ≥ 100/2x105 pozitif hücre saptanırsa, klinik bulgular olmasa bile derhal antiviral tedaviye başlanması önerilmektedir[23,24]. Bununla birlikte; seropozitif bir donörden organ veya kemik iliği nakli yapılan seronegatif alıcılar daha dikkatli takip edilmelidirler. Bu olgularda, antijenemi düzeyinde artış saptanması tedavi endikasyonudur. Yapılan çalışmalarda[13,25], düşük düzeyde antijenemisi olanlarda da CMV hastalığı gelişebildiği ve özellikle de nötropenik hastaların bu yönden iyi değerlendirilmeleri gerektiği bildirilmektedir. HIV ile infekte hastalarda da yüksek düzeyde antijenemi pozitifliği CMV hastalığının varlığına işaret etmektedir[20,26,27]. Reynes[20], HIV ile infekte hastalarda > 100/2x105 ve > 500/2x105 pp65 pozitif hücre varlığında antijenemi testinin pozitif prediktif değerini sırası ile %93 ve %100 olarak bulmuştur. Aynı çalışmada, > 100/2x105 pozitif hücre saptanan olguların, CD4+ hücre sayıları < 50/106/L ise; CMV hastalığı bulguları olmasa bile antiviral tedavi başlanması önerilmektedir.

Genel olarak, antiviral tedaviye başlandıktan bir hafta sonra antijenemi testinin negatifleşmesi beklenir. Tedaviye rağmen antijenemi testi negatifleşmez veya pp65 pozitif hücre sayısında belirgin bir azalma gözlenmez ise, kullanılan antiviral ajana direnç akla gelmelidir. Bununla birlikte Gerna[28]; antiviral ajana direnç olmaksızın, antiviral tedaviye başlandıktan ancak 14.6 gün sonra viral yükün %90’ın altına indiğini ve tedavinin ilk haftasında antijenemi düzeyinde belirgin bir artış görülebileceğini bildirmiştir. Benzer olay bizim çalışma grubumuzda da saptanmıştır (yayınlanmamış bulgu).

pp65’in farklı epitoplarına karşı oluşmuş monoklonal antikorlar laboratuvarlarda hazırlanabileceği gibi; farklı monoklonal antikorlar içeren kitler de ticari olarak bulunmaktadır (1C3+AYM-1: CINAkit, Argene-Biosoft, Fransa; C10-C11: Clonab CMV, Biotest, Almanya; C10-C11: CMV Brite, IQ Products, Hollanda). Brumback[9], antijenemi testinin duyarlılık ve özgüllüğünü C10-C11 monoklonal antikorları kullanıldığında sırası ile %84.4, %100 ve 1C3 monoklonal antikorları kullanıldığında yine sırası ile %100, %99.6 olarak bildirmektedir. Dodt[14] ise antijenemi testinin duyarlılığını %92, özgüllüğünü %88 olarak bulmuştur. Antijenemi testinin negatif prediktif değeri ise, HIV seropozitif olgularda yapılan bir çalışmada[29] %96 olarak bildirilmiştir.

Çeşitli çalışmalarda[30,31], farklı monoklonal antikorların pp65 pozitif hücre sayısına etkileri de araştırılmıştır (Tablo 2, Tablo 3).

Antijenemi testi ile ilgili çalışmalar sıklıkla immün yetmezlikli hasta gruplarında yapılmıştır. Konjenital CMV infeksiyonlarının tanısına yönelik bir çalışmada; infekte bebekte semptomlar fazla ise antijenemi testinin pozitif olduğu bildirilmiştir[32].

Antijenemi testi; yüksek duyarlılık ve özgüllüğe sahip, standardize edilmiş bir test olması ve kantitatif sonuç vermesi nedeni ile bugün pekçok laboratuvarda tercih edilen bir yöntemdir.

4. Nükleik Asit Saptama Yöntemleri

a. Polimeraz zincir reaksiyonu (PCR): CMV infeksiyonlarının tanısında son yıllarda kullanılan bir yöntemdir[33,34]. Bu yöntemde, hastalara ait örneklerde viral DNA’nın çoğaltılarak saptanması amaçlanmıştır. Kalitatif CMV PCR yaygın olarak kullanılmakta, yine son yıllarda kantitatif CMV PCR yöntemleri de bildirilmektedir[35]. PCR yöntemi ile CMV infeksiyonunun antijenemi testinden 20 gün önce saptandığı ve antiviral tedavide PCR pozitifliğinin antijenemi testinden çok sonra negatifleştiği; bu nedenle de antiviral tedavinin monitörizasyonunda kalitatif yerine kantitatif PCR yapılması gerektiği bildirilmiştir[14,36].

Dodt[14], HIV seropozitif olgularda CMV infeksiyonlarının tanısında PCR yönteminin duyarlılığını %95, özgüllüğünü %85 olarak bulmuştur. Barber [36], CMV infeksiyonu ve CMV hastalığı durumlarında PCRyönteminin negatif prediktif değerinin %100 olduğuna dikkat çekmektedir (Tablo 4).

Ancak Weber[37]; transplantasyon yapılan ve CMV hastalığı gelişmeyen 13 olgunun 8’inde PCR pozitifliği olması nedeni ile, CMV infeksiyonlarının tanısında kalitatif PCR yönteminin yol gösterici olmadığını belirtmiştir. Ayrıca PCR yönteminin duyarlılığının çok yüksek olması nedeni ile seropozitif olgularda latent virüsün saptanmasına yol açabileceğine dair yayınlar da bulunmaktadır[38,39]. Çok merkezli yapılan çalışmalarda farklı sonuçlar elde edilmesi CMV infeksiyonlarının tanısında PCR yönteminin standardizasyonunu gerekli hale getirmiştir[40,41]. Bu amaçla PMNL’lerde PCR yapılması ile ilgili önerilenler şunlardır[41]:

• Periferik kan heparinli değil, EDTA’lı veya sitratlı tüplere alınmalıdır,

• Standart sayıda (2x106) PMNL ile çalışılmalıdır,

• PCR ile 2x105 PMNL veya eşdeğeri miktarda DNA çoğaltılmalıdır,

• Testlerde amplifikasyon pozitif kontrolü olmalıdır,

• Özgüllüğü arttırmak için nested PCR yapılmalı veya hibridizasyon basamağı eklenmelidir,

• Primerler CMV genomunun korunmuş bölgesinden seçilmelidir.

Bu bilgiler ışığında; beyin omurilik sıvısı (BOS), humour aqueous, amniyon sıvısı gibi örneklerde kalitatif PCR pozitifliği anlamlıdır. Ancak immün yetmezliği olan, transplantasyon yapılan olguların takibinde ve antiviral tedavinin monitörizasyonunda PMNL’lerde kantitatif PCR yapılması gerektiği bildirilmektedir[14,36,42-44].

CMV hastalığı bulgusu olmayan olguların PMNL’lerinde sıklıkla kalitatif PCR pozitifliğinin bulunması[38,45], PMNL yerine plazma PCR’sini gündeme getirmiş ve CMV hastalığı varlığında plazma PCR sonuçları ile antijenemi testi sonuçlarının uyumlu olduğu bildirilmiştir[46,47]. Son günlerde ticari olarak CMV plazma PCR kiti (Cobas Amplicor CMV, Roche Diagnostic Systems Inc., Branchburg, NJ) de kullanıma sunulmuştur[48,49]. Pellegrin[50], Cobas Amplicor CMV testinin duyarlılık, özgüllük, pozitif ve negatif prediktif değerlerini; sırası ile %84.6, %100, %100 ve %95.7 olarak bildirmektedir.

b. Hibridizasyon: Son birkaç yıldır bu amaçla Hybrid Capture sistemi (HCS, Murex, İngiltere)[51-54] ve dallanmış DNA testi (Branched DNA, Quantiplex CMV DNA Assay, Chiron Corporation, Emeryville, Calif, USA)[55] kullanılmaktadır.

HCS yönteminde; periferal kandaki PMNL’lerden elde edilen DNA denatüre edildikten sonra CMV probu (RNA) ile DNA:RNA hibridleri oluşturmakta ve bu hibridler özel hazırlanmış tüplere transfer edilerek yakalama (capture) işlemi sağlanmaktadır. Sonuçlar bir kemiluminatör yardımı ile okunmakta ve pg/mL olarak verilmektedir.

Mazzuli[52], HCS’nin hızlı hücre kültürleri, konvansiyonel hücre kültürleri ve antijenemi testi ile tutarlılık oranlarını sırası ile; %84, %83 ve %86 olarak bildirmektedir. Mazzuli çalışmasında ayrıca pp65 pozitif hücre sayısı ile HCS pozitifliği arasındaki ilişkiyi de araştırmış; HCS’nin, pp65 pozitif hücre sayısı 21 ve daha fazla olanların tümünde, 21’den az olan olguların ise %51’inde pozitif olduğunu saptamıştır. Bizim bir çalışmamızda[54] ise, HCS ile antijenemi testi arasındaki tutarlılık %84 olarak bulunmuş ve HCS ile negatif sonuç alınan kan örneklerinde düşük veya orta düzeyde antijenemi varlığı saptanmıştır. HCS, PCR ve hücre kültürü yöntemleri karşılaştırıldığında; plazma PCR’sinin HCS’den, HCS’nin de hızlı hücre kültürü (shell-vial) yönteminden daha duyarlı olduğu bildirilmiştir[56].

HCS ile diğer tanı testlerini karşılaştıran çalışmalar yayınlandıkça, HCS’nin CMV infeksiyonlarının tanısında kullanılabilirliği daha da netleşecektir.Bununla birlikte kantitatif sonuç vermesi antiviral tedavinin monitörizasyonunda uygulanabileceğini düşündürmektedir[57].

Dallanmış DNA (bDNA) testinde; BOS, semen ve periferal kandaki PMNL’lerde bulunan CMV DNA’sı kantitatif olarak saptanmaktadır. Bu yöntemde, viral nükleik asitle birleşip, sinyal oluşturacak olan kısım (bDNA molekülleri) amplifiye haldedir. bDNA’nın enzimle konjuge probla birleşecek yaklaşık 45 bölgesinin olması, pozitif reaksiyonda oluşacak sinyal gücünü arttırmaktadır. Sonuçlar kemiluminatörde okunarak, MEq/mL olarak verilmektedir. Yöntemin duyarlılığı %95, özgüllüğü %94 olarak bildirilmiştir[55]. Kantitatif sonuç vermesi yöntemin bir avantajı olmakla birlikte, HCS ile benzer olarak, CMV infeksiyonlarının tanısında ve antiviral tedavi monitörizasyonunda rutin olarak kullanılabilmesi için daha fazla sayıda araştırmaya ihtiyaç vardır[57].

5. mRNA Saptama Yöntemleri

Bu yöntemle tam kan örneklerinde, viral immediate early 1 (IE1) mRNA ve late pp67 mRNA varlığı araştırılabilmektedir[58,59,60,61]. Blok[61], IE1 mRNA NASBA yöntemi ile CMV infeksiyonunun erken dönemde tanınabileceğini, ancak özgüllüğünün düşük (%20) olduğunu; pp67 mRNA NASBA yönteminin ise, gerek CMV infeksiyonunun, gerekse antiviral tedavinin takibinde kullanılabilecek daha özgül (%9) bir test olduğunu belirtmektedir.Benzer olarak Middeldrop[62] da çalışmasında, pp67 mRNA’nın progeni virüs üretimi ile ilişkili olduğunu ve pp67 NASBA yönteminin aktif CMV infeksiyonlarının tanısında güvenle kullanılabileceğini bildirmiştir.

Her iki yöntem de henüz araştırma safhasında olmakla birlikte, viral replikasyonu göstermeleri açısından önemlidirler.

6. Seroloji

Genel olarak, CMV IgM antikorlarının veya iki farklı serum örneğinde CMV IgG antikor titresinde dört kat artışın saptanması akut CMV infeksiyon göstergesidir denilmektedir. Ancak, immün yetmezlikli olgulardaki akut CMV infeksiyonlarının tanısında CMV IgM tayininin değeri yoktur, testin duyarlılığı düşüktür[5,53]. Akut infeksiyon sırasında bazen saptanamamakta, bazen ise akut dönem geçtikten uzun bir süre sonra bile saptanabilmektedir. Ayrıca CMV reaktivasyonu sırasında da pozitifleşmekte, dolayısı ile de primer infeksiyonun ayırdedilmesinde yardımcı olamamaktadır.

CMV IgG tayini: Ne zaman gerekli?[63]:

i. Doğurganlık çağındaki kadınlar: Primer infeksiyona duyarlı mı, değil mi?

ii. Transplant alıcıları: Primer infeksiyona duyarlı mı, değil mi? Seronegatif alıcılarda transplantasyon sonrası dönemde primer CMV infeksiyonu ağır seyretmektedir.

iii. Kan donörleri: Seropozitif kan verilirse, transplantasyon sonrası CMV infeksiyonu gelişme oranı %16-30’dur.

iv. Epidemiyolojik çalışmalar.

v. Serokonversiyon saptanması.

vi. Avidite testleri: Primer infeksiyon ile sekonder infeksiyonun ya da reaktivasyonun ayırdedilmesinde önemlidir.

CMV IgM tayini: Piyasada bulunan konvansiyonel ELISA kitleri ile CMV IgM pozitifliğinin hepsi saptanamamakta ve rekombinant antijen (pp150, pp52, pp38, pp65 gibi) içeren ELISA kitlerinin kullanılması önerilmektedir[63,64].

Landini[63], farklı gruplarda CMV IgM tayininde konvansiyonel ve rekombinant antijen içeren ELISA yöntemlerini karşılaştırmıştır (Tablo 5). Özellikle konjenital CMV infeksiyonu olan yenidoğanlar ile, yaşamlarının ilk 12 ayında CMV ekskrete eden yenidoğanlarda rekombinant ELISA yönteminin de yetersiz kalması dikkat çekicidir.

Sonuç olarak; CMV infeksiyonlarının tanısında kullanılan pekçok yöntem bulunmaktadır. Tanıda, laboratuvar sonuçlarının olguların klinik özellikleri ve immüniteleri ile birlikte değerlendirilmesi önemlidir. Teknolojideki gelişmeler; yakın gelecekte, metodolojik olarak daha hızlı, basit ve uygulanabilir yöntemleri kullanıma sunacaktır. Kantitatif sonuç veren testler, yalnızca CMV hastalığı gelişecek yüksek risk grubundaki hastaların saptanmasında değil, antiviral tedaviye yanıtın izlenmesinde de şüphesiz önemli rol oynayacaklardır. Bu testlerin farklı hasta gruplarında ve farklı merkezlerde tekrarlanabilirliğinin ve doğruluğunun araştırılmasına ve ayrıca gerek laboratuvar içi, gerekse laboratuvarlar arası kalite kontrol programlarının oluşturulmasına gereksinim vardır. Yapılacak ileri çalışmalar, bu bilgilere ulaşmamızı sağlamaları açısından önemli ve gereklidir.

KAYNAKLAR

1.      Stinski MF. Cytomegalovirus and it’s replication. In: Fields BN, Knipe DM (eds). Fundamental Virology. 2nd ed, New York: Raven Press Ltd, 1991;929-50.

2.      Gerna G, Parea M, Percivalle E, et al. Human cytomegalovirus viremia in HIV-1-seropositive patients at various cilinical stages of infection. AIDS 1990;4:1027-31.

3.      Meyers JD, Flournoy N, Thomas ED. Risk factors for cytomegalovirus infection after human marrow transplantation. J Infect Dis 1986;153:478-88.

4.      Stratta RJ, Shaeffer MS, Markin RS, et al. Cytomegalovirus infection and disease after liver transplantation. Digestive Disease and Sciences 1992;37:673-88.

5.      van der Meer JTM, Drew WL, Bowden RA, et al. Summary of the International Consensus Symposium on advances in the diagnosis, treatment and prophylaxis of cytomegalovirus infection. Antiviral Research 1996; 35:119-40.

6.      Marsanol L,Perrillo RP, Flye MW, et al. Cytomegalovirus of culture and serology for the diagnosis of cytomegalovirus infection in kidney and transplant recipients. J Infect Dis 1990;161:454-61.

7.      Apperly JF, Goldman JM. Cytomegalovirus: Biology, clinical features and methods. Bone Marrow Transplantation 1988;3:253-64.

8.      Lipson SM, Ashraf AB, Lee SH, Kaplan MH, Shepp DH. Cell culture-PCR technique for detection of infectious cytomegalovirus in peripheral blood. J Clin Microbiol 1995;33:1411-3.

9.      Brumback BG, Bolejack SN, Morris MV, Mohla C, Shutzbank TE. Comparison of culture and the antigenemia assay for detection of cytomegalovirus in blood specimens submitted to a reference laboratory. J Clin Microbiol 1997;35:1819-21.

10.   Gleaves CA, Smith TF, Shuster EA, Pearson GR. Rapid detection of cytomegalovirus in MRC-5 cells innoculated with urine specimens by using low-speed centrifugation and monoclonal antibody to early antigen. J Clin Microbiol 1984;19:917-9.

11.   Gleaves CA, Smith TF, Shuster EA, Pearson GR. Comparison of standart tube and shell vial cell culture techniques for the detection of cytomegalovirus in clinical specimens. J Clin Microbiol 1985;21:217-21.

12.   Erice A, Holm MA, Gill PC, et al. Cytomegalovirus (CMV) antigenemia assay is more sensitive than shell vial cultures for rapid detection of CMV in polymorphonuclear blood leukocytes. J Clin Microbiol 1992;30: 2822-5.

13.   Landry ML, Ferguson D. Comparison of quantitative cytomegalovirus antigenemia assay with culture methods and correlation with clinical disease. J Clin Microbiol 1993;31:2851-6.

14.   Dodt KK, Jacobsen PH, Hofmann B, et al. Development of cytomegalovirus (CMV) disease may be predicted in HIV infected patients by CMV polymerase chain reaction and the antigenemia test. AIDS 1997;11:F21-8.

15.   Paya CV, Wold AD,Smith TF. Detection of cytomegalovirus infections in specimens other than urine by the shell vial assay and conventional tube cell cultures. J Clin Microbiol 1987;25:755-7.

16.   van der Bij, Torensma R, van Son WJ, et al. Rapid immunodiagnosis of active cytomegalovirus infection by monoclonal antibody staining of blood leucocytes. J Med Virol 1988;25:179-88.

17.   Revello MG, Percivalle E, Zavattoni M, Parea M, Grossi P, Gerna G. Detection of human cytomegalovirus immediate early antigen in leukocytes as a marker of viremia in immunocompromised patients. J Med Virol 1989; 29:88-93.

18.   van den Berg AP, van der Bij W, van Son WJ, et al. Cytomegalovirus antigenemia as a useful marker of symptomatic cytomegalovirus infection after renal transplantation-a report of 130 consecutive patients. Transplantation 1989;48:991-5.

19.   The TH, van der Ploeg M, van der Berg AP, Vlieger AM, van der Giessen M, van Son WJ. Direct detection of cytomegalovirus in peripheral blood leukocytes-a review of the antigenemia assay and polymerase chain reaction. Transplantation 1992;54:193-8.

20.   Reynes J, Montes B, Atoui N, Segondy M. Significance of cytomegalovirus (CMV)-pp65 antigenemia in the diagnosis of CMV disease in human immunodeficiency virus-infected patients. J Med Virol 1996;49:195-8.

21.   The TH, van den Berg AP, Harmsen MC, van der Bij W, van Son WJ. The cytomegalovirus antigenemia assay: A plea for standardization. Scand J Infect Dis 1995; (Suppl) 99:25-9.

22.   van der Bij W, Schirm J, Torensma R, van Son WJ, Tegzess AM, The TH. Comparison between viremia and antigenemia for detection of cytomegalovirus in blood. J Clin Microbiol 1988;26:2531-5.

23.   Gerna G, Zavattoni M, Brerra R, Torti C, Percivalle E, Revello MG.Diagnosis of human cytomegalovirus infections in the immunocompromised host. FEMS Symposium on Recent Advances in the Diagnosis of Viral Diseases: Abstract Book, 1995;13.

24.   Revello MG, Zavattoni M, Percivalle E, Grossi P, Gerna G. Correlation between immunofluorescent detection of human cytomegalovirus immediate early antigens in polymorphonuclear leukocytes and viremia. J Infect Dis 1989;160:159-60.

25.   Günseren F, Çolak D, Özkul A, et al. Detection of cytomegalovirus antigenemia in a patient with acute myeloblastic leukemia. İnfeksiyon Derg 1998;12:245-51.

26.   Gerna G, Revello MG, Percivalle E, Zavattoni M, Parea M, Battaglia M. Quantification of human cytomegalovirus viremia by using monoclonal antibodies to different viral proteins. J Clin Microbiol 1990;28:2681-8.

27.   Mazzuli T, Rubin RH, Ferraro MJ, et al. Cytomegalovirus antigenemia: Clinical correlations in transplant recipients and in persons with AIDS. J Clin Microbiol 1993; 31:2824-7.

28.   Gerna G, Zavattoni M, Percivalle E, Grossi P, Torsellini M, Revello MG. Raising levels of human cytomegalovirus (HCMV) antigenemia during initial antiviral treatment of solid-organ transplant recipients with primary HCMV infection. J Clin Microbiol 1998;36:1113-6.

29.   Bek B, Boeckh M, Lepenies J, et al. High-level sensitivity of quantitative pp65 cytomegalovirus (CMV) antigenemia assay for diagnosis of CMV disease in AIDS patients and follow-up. J Clin Microbiol 1996;34:457-9.

30.   Gerna G, Revello MG, Percivalle E, Morini F. Comparison of different immunostaining techniques and monoclonal antibodies to the lower matrix phoshoprotein (pp65) for optimal quantitation of human cytomegalovirus antigenemia. J Clin Microbiol 1992;30:1232-7.

31.   Çolak D, Öğünç D, Tuncer D, Ergin Ç, Mutlu G. Sitomegalovirüs (CMV) antijenemi testinde iki farklı monoklonal antikorun karşılaştırılması. Mikrobiyol Bült  1997;31: 391-7.

32.   Barbi M, Binda S, Primache V, Novelli C. Cytomegalovirus in peripheral blood leukocytes of infants with congenital or postnatal infection. Pediatr Infect Dis J 1996; 15:898-903.

33.   van Dorp WT, Vlieger A, Jiva NM, et al. The polymerase chain reaction, a sensitive and rapid technique for detecting cytomegalovirus infection after renal transplantation. Transplantation 1992;54:661-4.

34.   Drouet E, Boibieux A, Michelson S, et al. Polymerase chain reaction detection of cytomegalovirus DNA in peripheral blood leukocytes as a predictor of cytomegalovirus disease in HIV-infected patients. AIDS 1993;7:665-8.

35.   Gallez-Hawkins GM,Tegtmeier BR, ter Veer A, Niland JC, Forman SC, Zaia JA. Evaluation of quantitative plasma PCR plate assay for detecting cytomegalovirus infection in marrow transplant recipients. J Clin Microbiol 1997;35:788-90.

36.   Barber L, Egan JJ, Lomax J, et al. Comparative study of three PCR assays with antigenemia and serology for the diagnosis of HCMV infection in thoracic transplant recipients. J Med Virol 1996;49:137-44.

37.   Weber B, Nestler U, Ernst W, et al. Low correlation of human cytomegalovirus DNA amplification by polymerase chain reaction with cytomegalovirus disease in organ transplant recipients. J Med Virol 1994;43:187-93.

38.   Delgado R, Lumbreras C, Alba C, et al.Low predictive value of polymerase chain reaction for diagnosis of cytomegalovirus disease in liver transplant recipients. J Clin Microbiol 1992;30:1876-8.

39.   Bitsch A, Kirchner H, Dennin R, et al. The long persistence of CMV DNA in the blood of renal transplant patients after recovery from CMV infection. Transplantation 1993;56:108-13.

40.   Ehrnst A, Einsele H. Towards standardizations of CMV DNA PCR assays. Scand J Infect Dis 1995; (Suppl)99: 16-8.

41.   Grundy JE, Ehrnst A, Einsele H, et al. A three-center European external quality control study of PCR for detection of cytomegalovirus DNA in blood. J Clin Microbiol 1996;34:1166-70.

42.   Gerna G, Baldanti F, Zella D, Furione M. Detection of human cytomegalovirus DNA: How, when and where? Scand J Infect Dis 1995;(Suppl)99:11-5.

43.   Boivin G, Handfield J, Toma E, Murray G, Lalonde R, Bergeron MG. Comparative evaluation of the cytomegalovirus DNA load in polymorphonuclear leukocytes and plasma of human immunodeficiency virus-infected subjects. J Infect Dis 1998;177:355-60.

44.   Roberts TC, Brennan DC, Buller RS, et al. Quantitative polymerase chain reaction to predict occurence of symptomatic cytomegalovirus infection and assess response to ganciclovir therapy in renal transplant recipients. J Infect Dis 1998;178:626-35.

45.   Degre M, Bukholm G, Holter E, Müller F, Rollag H. Rapid detection of cytomegalovirus infection in immunocompromised patients. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 1994;13:668-70.

46.   Patel R, Smith TF, Espy M, et al. Detection of cytomegalovirus DNA in sera of liver transplant recipients. J Clin Microbiol 1994;32:1431-4.

47.   Shinkai M, Bozzette SA, Powderly W, Frame P,Spector SA. Utility of urine and leukocyte cultures and plasma DNA polymerase chain reaction for identification of AIDS patients at risk for developing human cytomegalovirus disease. J Infect Dis 1997;175:302-8.

48.   Long CM,Drew L, Miner R, Jekic-McMullen D, Impraim C, Kao SY. Detection of cytomegalovirus in plasma and cerebrospinal fluid specimens from Human Immunodeficiency Virus-infected patients by the Amplicor CMV test. J Clin Microbiol 1998;36:2434-8.

49.   Boiving G, Handfield J, Toma E, et al. Evaluation of the Amplicor cytomegalovirus test with specimens from Human Immunodeficiency Virus-infected subjects. J Clin Microbiol 1998;36:2509-13.

50.   Pellegrin I. Evaluation of new quantitatif assays: Cobas Amplicor CMV Monitor (Roche Diagnostics) in plasma and bDNA CMV 2.0 (Chiron Corporation) in PBLs for diagnosis of CMV disease during follow-up of AIDS patients. (Abstracts of 7th International Cytomegalovirus Workshop: GO-12). J Clin Virol 1999;12:98.

51.   Imbert-Marcille BM, Cantarovich D, Boedec S, Vernoux L, Soulillou JP, Billaudel S. Evaluation of a new quantification method for cytomegalovirus DNA in leucocytes: Clinical value in renal transplant recipients. Scand J Infect Dis 1995;(Suppl)99:15-6.

52.   Mazzuli T, Wood S, Chua R, Walmsley S. Evaluation of Digene hybrid capture system for detection and quantitation of human cytomegalovirus viremia in human immunodeficiency virus-infected patients. J Clin Microbiol 1996;34:2959-62.

53.   Veal N, Payan C, Fray D, et al. Novel DNA assay for cytomegalovirus detection: comparison with conventional culture and pp65 antigenemia assay. J Clin Microbiol 1996;34:3097-100.

54.   Çolak D, Öğünç D, Tuncer D, Mutlu G. Cytomegalovirus (CMV) saptanmasında CMV antijenemi ve Hybrid Capture CMV DNA hibridizasyon testlerinin karşılaştırılması. 8. Türk Klinik Mikrobiyoloji ve İnfeksiyon Hastalıkları Kongresi: Kongre Kitabı, 1997:500.

55.   Chernoff DN, MinerRC, Hoo BS, et al. Quantification of Cytomegalovirus DNA in peripheral blood leukocytes by a branched-DNA signal amplification assay. J Clin Microbiol 1997;35:2740-4.

56.   Barrett-Muir WY, Aitken C, Templeton K, Raftery M, Kelsey SM, Breuer J. Evaluation of the Murex hybrid capture cytomegalovirus DNA assay versus plasma PCR and shell vial assay for diagnosis of human cytomegalovirus viremia in immunocompromised patients. J Clin Microbiol 1998;36:2554-6.

57.   Boeckh M, Boivin G. Quantitation of cytomegalovirus: Methodologic aspects and clinical applications. Clin Microbiol Rev 1998;11:533-54.

58.   Blok MJ, Goossens VJ, Vanherle SJV, et al. Diagnostic value of monitoring human cytomegalovirus late pp67 mRNA expression in renal-aalograft recipients by nucleic acid sequence-based amplification. J Clin Microbiol 1998;36:1341-6.

59.   Lilleri D. Potential use of human cytomegalovirus immediate-early mRNA detection by NASBA for monitoring of antiviral treatment in bone marrow transplant recipients. (Abstracts of 7th International Cytomegalovirus Workshop: G6-11). J Clin Virol 1999;12:172.

60.   Einsele H. Evaluation of the Nuclisens CMV pp67 assay for detection of cytomegalovirus infection after allogeneic stem cell transplantation. (Abstracts of 7th International Cytomegalovirus Workshop: G6-12). J Clin Virol 1999;12:172.

61.   Blok MJ, Lautenschlager I, Christiaans MHL, et al. Monitoring cytomegalovirus mRNA expression in blood leukocytes of liver transplant patients using nucleic acid sequence-based amplification (NASBA). (Abstracts of 7th International Cytomegalovirus Workshop: G6-25). J Clin Virol 1999;12:178.

62.   Middeldrop JM, Adriaanse H, Greijer A, et al. Direct quantification of human cytomegalovirus (HCMV) immediate early and late mRNA levels in the blood of HCMV-infected individuals using competitive NASBA. (Abstracts of 7th International Cytomegalovirus Workshop: GO-21). J Clin Virol 1999;12:103.

63.   Landini MP, Mach M. Searching for antibodies specific for human cytomegalovirus: Is it diagnostically useful? When and how. Scand J Infect Dis 1995;(Suppl)99:18-23.

64.   Lazzarotto T, Maine GT, Monte PD, Ripalti A, Landini MP. A novel western blot test containing both viral and recombinant proteins for anticytomegalovirus immunoglobulin M detection. J Clin Microbiol 1997;35:393-7.

Yazışma Adresi:

Doç. Dr. Dilek ÇOLAK

Akdeniz Üniversitesi Tıp Fakültesi

Mikrobiyoloji ve Klinik Mikrobiyoloji

Anabilim Dalı

ANTALYA

Makalenin Geliş Tarihi: 11.03.1999   Kabul Tarihi: 24.03.1999

Yazdır